Descrição
Análise microscópica de méis armazenados ao longo de 180 dias
Maria Cecília Evangelista Vasconcelos Schiassi1, Jhenifer Cristina Carvalho Santos2, Gabriela Fonsêca Leal3, Hermanny Matos Silva Sousa4, Paula Giarolla Silveira5 e Fabiana Queiroz6
1,2,3,4,6Departamento de Ciência dos Alimentos/DCA – Universidade Federal de Lavras (UFLA) Caixa Postal 3037 CEP 37203-202 – Lavras, MG – Brasil
5Departamento de Física/ICE – Universidade Federal de Juiz de Fora (UFJF) CEP 36036-900 – Juiz de Fora, MG - Brasil
{vasconcelosmariaufla@gmail.com1, jhenifer.santos1@estudante.ufla.br2, gabriela.leal@estudante.ufla.br3, hermanny.sousa@estudante.ufla.br4, pagiarolla@gmail.com5 e fqueiroz@ufla.br6}
Abstract. The objective of this study was to evaluate crystal formation in monofloral honeys (assa-peixe, coffee, eucalyptus, laranjeira, and vassourinha), polyfloral honeys (silvestre), extrafloral honeys (sugarcane), and honeydew honeys (bracatinga) over storage time. The honeys were stored in BOD at 14°C, and microscopic analysis (with polarized light and 10x magnification) was performed for 180 days (at times T20 and T180 days). As demonstrated in the microscopic images, crystallization was more intense in sugarcane honey over 180 days and stood out compared to honey samples from other botanical origins. Based on the results, it was found that the origin, composition, and storage conditions of the honeys are some of the factors that most influence the crystallization rate.
Keywords: Beekeeping, characterization, optical microscope.
Resumo. O objetivo deste estudo foi avaliar a formação de cristais em méis monoflorais (assa-peixe, café, eucalipto, laranjeira e vassourinha), polifloral (silvestre), extraflorais (cana-de-açúcar) e de melato (bracatinga) ao longo do tempo de armazenamento. Os méis foram armazenados em BOD a 14 °C e a análise microscópica (com luz polarizada e aumento de 10x) foi realizada durante 180 dias (nos tempos T20 e T180 dias). Conforme demonstrado nas imagens microscópicas, ao longo de 180 dias a cristalização foi mais intensa no mel de cana e se destacou das amostras de mel de outras origens botânicas. Com base nos resultados, verificou-se que a origem, a composição e as condições de armazenamento dos méis são alguns dos fatores que mais influenciam a taxa de cristalização.
Palavras-chave: Apicultura, caracterização, microscópio óptico.
1 Introdução
O mel é um alimento natural de elevado valor nutritivo e funcional, amplamente consumido em todo o mundo devido ao seu sabor característico, aroma agradável e propriedades bioativas, como atividades antimicrobiana e antioxidante. Além de ser um produto de interesse nutricional, representa uma importante fonte de renda para a cadeia apícola, sendo considerado um alimento seguro, de baixo processamento e com potencial de valorização em diferentes mercados (Manickavasagam et al., 2024).
Entretanto, durante o armazenamento, o mel pode sofrer modificações físico-químicas que afetam diretamente sua aparência e aceitabilidade. Entre essas mudanças, destaca-se o processo de cristalização, que consiste na precipitação da glicose em forma de cristais a partir da fase líquida. Embora a cristalização não comprometa a qualidade ou a segurança do produto, pode ser percebida negativamente pelos consumidores, resultando em menor aceitação comercial e, consequentemente, em perdas econômicas para produtores e comerciantes (Polatidou et al., 2024; Piepiórka-Stepuk et al., 2025).
O fenômeno da cristalização está relacionado a múltiplos fatores, incluindo a origem botânica, a composição físico-química (teor de glicose, frutose e sacarose), a viscosidade e as condições de armazenamento, como temperatura e tempo. Nesse contexto, estudos microscópicos se destacam como ferramentas importantes para monitorar o desenvolvimento dos cristais e compreender os mecanismos envolvidos nesse processo, permitindo a obtenção de informações que podem auxiliar no controle da cristalização e na manutenção da estabilidade do mel (Schiassi et al., 2022; Piepiórka-Stepuk et al., 2025).
Contudo, o objetivo deste trabalho foi avaliar a formação de cristais em méis monoflorais, poliflorais, extraflorais e de melato ao longo de 180 dias de armazenamento a 14 °C, utilizando análise microscópica com luz polarizada.
2 Material e métodos
2.1 Amostras de mel
Os méis das floradas de assa-peixe (Vernonia polysphaera), bracatinga (M. scabrella Bentham), café (Coffea spp.), cana-de-açúcar (Saccharum officinarum L.), eucalipto (Eucalyptus spp.), laranjeira (Citrus sinensis), silvestre e vassourinha (Baccharis spp.) foram obtidos de um apiário localizado em São Lourenço, Minas Gerais (MG), Brasil.
Os méis foram obtidos pelo apiário passaram pelo processo de centrifugação, filtração, e em seguida foram acondicionados em tubos de polietileno transparente de 300 g e, posteriormente, armazenadas em condições ambientais.
A autenticidade da origem botânica dos méis pode ser confirmada, uma vez que os produtos foram inspecionados e também registrados de acordo com as normas vigentes (Brasil, 2000).
2.2 Preparação da amostra
Para garantir a total eliminação de cristais que pudessem estar presente nas amostras, os méis foram aquecidos a 40 °C em banho-maria digital (modelo WARMS1 3L, Araucária, PR, Brasil) por 60 minutos (Kabbani et al., 2011) e em seguida, as amostras foram deixadas em condições ambientais por 30 minutos. Posteriormente, para confirmar a ausência de cristais nas amostras foi realizado a análise microscópica utilizando microscópio óptico (Meiji Techno Co., Ltd., modelo ML2000, Tóquio, Japão).
Os méis foram acondicionados em potes de vidro transparente (200 mL) com tampas e 150 mL de cada amostra de mel foram adicionados a sete potes separados, um para cada ponto de tempo (T0, T30, T60, T90, T120, 150 e T180 dias). Os potes contendo as amostras de mel foram armazenados em uma incubadora refrigerada de demanda biológica de oxigênio (DBO) (SOLAB, modelo SL 200/300, Piracicaba, SP, Brasil) a uma temperatura de 14 ± 8 °C.
2.3 Análise microscópica
Microscópio óptico (modelo ML2000, Meiji Techno Co., Ltd., Tóquio, Japão) com luz polarizada foi utilizado para analisar o processo de cristalização e o estado morfológico das amostras de mel. Uma alíquota de cada amostra foi colocada sobre a lâmina, coberta com uma lamínula de vidro e em seguida analisada com aumento de 10x e fotografada com uma câmera (modelo 49.901-35 PAL vídeo colorido, Cole-Parmer, Taiwan, China) (Schiassi et al., 2022).
A análise microscópica dos méis foi realizada por 180 dias, sendo os pontos de tempo T120 e T180 selecionados para apresentação no estudo. Esses pontos de tempo foram escolhidos por apresentarem uma maior diferença na aparência dos cristais formados.
3 Resultado e discussão
A Figura 1 apresenta o resultado da análise microscópica com luz polarizada com ampliação de 10x, realizada nos méis armazenados ao longo do período de 180 dias (T90 e T180 dias).
Figura 1 – Atividade microscópica realizada em méis de diferentes origens botânicas armazenados a 14 ºC ao longo do período de 180 dias (T120 e T180 dias).
Para acompanhar a formação e o desenvolvimento dos cristais em função do tempo de armazenamento (180 dias), fotomicrografias com a mesma ampliação (10x) foram adequadas. Ao longo dos dias de armazenamento diferentes formas e formatos foram registrados.
A Figura 1 apresenta o resultado da análise microscópica realizada nas amostras de mel nos tempos T120 e T180 de armazenamento, sendo possível observar claramente os primeiros cristais formados em todas as amostras de mel. A Figura 1 mostra que todas as amostras de mel apresentaram algum grau de cristalização no tempo T120 de armazenamento a 14°C, com cristais dispostos em formato de buquês ou aleatoriamente, conforme também foi observado no estudo de Conforti et al. (2006). No entanto, quando a glicose cristaliza, ela se separa da fase líquida e passa a assumir a forma de pequenos cristais e conforme a cristalização progride mais glicose cristaliza, e esses cristais se espalham por todo o mel e se tornam maiores, o que influencia nas análises e, consequentemente, a composição do mel. Conforme demonstrado nas imagens microscópicas, ao longo de 120 dias, além do mel de cana, a cristalização também foi mais intensa no mel de assa-peixe.
A cristalização ao longo de 180 dias foi mais intensa no mel de cana e se destacou das amostras de mel de outras origens botânicas. Para os méis de eucalipto e bracatinga, após 120 dias de armazenamento, a cristalização foi menor quando comparado ao mel de assa-peixe, uma vez que os méis de eucalipto e bracatinga apresentam menor quantidade de sacarose; sendo assim, a cristalização é mais intensa do que no mel de assa-peixe após 180 dias. Essa tendência pode ser justificada pela menor viscosidade dos méis de eucalipto ou bracatinga quando comparados à viscosidade do mel de assa-peixe. Visto que o processo de nucleação é induzido pelo meio, ocorre o aumento do tamanho dos cristais mais rapidamente ao longo do tempo.
4 Conclusão
Ao longo do período de armazenamento de 180 dias a 14 ºC, a cristalização foi mais intensa no mel de cana e se destacou das amostras de mel de outras origens botânicas. De forma geral, com base nos resultados apresentados, verificou-se que a origem, a composição e as condições de armazenamento dos méis são alguns dos fatores que mais influenciam a taxa de cristalização, visto que os méis apresentam um comportamento diferenciado durante o armazenamento.
Agradecimentos
Os autores agradecem ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq, Brasília, Brasil) pela concessão da bolsa, à Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES, Brasília, Brasil) e à Fundação de Amparo à Pesquisa de Minas Gerais (FAPEMIG, Belo Horizonte, Brasil).
Referências
Brasil (2000), “Ministério da agricultura e abastecimento. Instrução Normativa nº 11, de 20 de outubro de 2000”, Regulamento Técnico de Identidade e Qualidade do Mel, Diário Oficial da União, Brasília, DF, 23 out. 2000. Disponível em: http://www.cidasc.sc.gov.br/inspecao/files/2012/ 08/IN-11-de-2000.pdf. Acesso em: 22 set. 2025.
Conforti, P.A., Lupano, C.E., Malacalza, N.H., Arias, V. and Castells, C.B. (2006), “Crystallization of honey at-208C”, International Journal of Food Properties, Vol. 9 No. 1, pp. 99-107.
Kabbani, D., Sepulcre, F. and Wedekind, J. (2011), “Ultrasound-assisted liquefaction of rosemary honey: influence on rheology and crystal content”, Journal of Food Engineering, Vol. 107 No. 2, pp. 173-178.
Manickavasagam, G., Balasubramanian, K., Shukla, S., Rao, R.S., Prasad, R. and Krishnan, R. (2024), “Impact of prolonged storage on quality assessment properties of honey”, Journal of Food Science, Vol. 89 No. 3, pp. 1124-1138.
Piepiórka-Stepuk, J., Sterczyńska, M., Stachnik, M. and Pawłowski, P. (2025), “Effects of refrigerated storage on the physicochemical, color and rheological properties of selected honey”, Agriculture, Vol. 15 No. 14, p. 1476.
Polatidou, K., Mavrogiannopoulou, E., Vavoura, M., Paraskevopoulou, D., Arapoglou, D. and Tsiaka, T. (2024), “Physicochemical and rheological characteristics of honeys”, Foods, Vol. 14 No. 10, p. 1835.
Schiassi, M.C.E.V., Souza, V.R., Alves, N.A, Lago, A.M.T., Silva, S.H., Carvalho, G.R., Resende, J.V. and Queiroz, F. (2022), “Effect of botanical origin on stability and crystallization of honey during storage. British Food Journal, Vol. 124 No. 9, pp. 2689-2704.
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