Descrição
Maria Cecília Evangelista Vasconcelos Schiassi1, Hermanny Matos Silva Sousa2, Jhenifer Cristina Carvalho Santos3, Gabriela Fonsêca Leal4, Michelle Carlota Gonçalves5 e Fabiana Queiroz6
1,2,3,4,5,6Departamento de Ciência dos Alimentos/DCA – Universidade Federal de Lavras (UFLA) Caixa Postal 3037 CEP 37203-202 – Lavras, MG – Brasil
{vasconcelosmariaufla@gmail.com1, hermanny.sousa@estudante.ufla.br2, jhenifer.santos1@estudante.ufla.br3, gabriela.leal@estudante.ufla.br4, michelle.goncalves@estudante.ufla.br5 e fqueiroz@ufla.br6}
Abstract. This study aimed to evaluate the sugar content (glucose and fructose) in monofloral honeys (assa-peixe, coffee, eucalyptus, laranjeira, and vassourinha), polyfloral (silvestre), extrafloral (sugarcane), and honeydew honey (bracatinga). In the samples, the quantification of sugars (glucose and fructose) was performed by high-performance liquid chromatography (HPLC). In the honeys analyzed, the fructose content ranged from 25.19% (wild honey) to 38.28% (sugarcane honey), and the glucose content ranged from 21.46% (wild honey) to 32.57% (sugarcane honey). Through this study, it was possible to observe that all samples presented a higher fructose content compared to the glucose content.
Keywords: Characterization, floral honeys, HPLC.
Resumo. Este estudo teve como objetivo avaliar o teor de açúcares (glicose e frutose) em méis monoflorais (assa-peixe, café, eucalipto, laranjeira e vassourinha), polifloral (silvestre), extraflorais (cana-de-açúcar) e de melato (bracatinga). Nas amostras a quantificação dos açúcares (glicose e frutose) foi realizada por cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE). Nos méis analisados o teor de frutose variou de 25,19% (mel silvestre) a 38,28% (mel de cana-de-açúcar) e o teor de glicose variou de 21,46% (mel silvestre) a 32,57% (mel de cana-de-açúcar). Através deste estudo foi possível observar que todas as amostras apresentaram teor de frutose mais elevado comparado ao teor de glicose.
Palavras-chave: Caracterização, méis florais, HPLC.
1 INTRODUÇÃO
A qualidade do mel está diretamente relacionada à sua composição química, que reflete tanto a origem botânica quanto as condições ambientais em que é produzido. Entre os principais constituintes, os açúcares representam aproximadamente 80% do produto, sendo a frutose e a glicose predominantes, seguidos de pequenas quantidades de sacarose e outros oligossacarídeos. Esses carboidratos são determinantes para o valor energético do mel e influenciam propriedades tecnológicas como viscosidade, cristalização e sabor característico (Sajid et al., 2020; Yusof et al., 2020; Dettori et al., 2018; Escuredo et al., 2013).
A determinação quantitativa de açúcares é essencial para a caracterização e padronização do mel, fornecendo parâmetros para diferenciar origens florais e geográficas, além de detectar adulterações. Métodos cromatográficos, em especial a cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC), têm sido amplamente empregados por sua precisão, sensibilidade e capacidade de analisar múltiplos açúcares simultaneamente (Soares et al., 2020; Siddiqui et al., 2020; Bogdanov, 2009). Nesse sentido, o perfil açucarado é considerado um dos indicadores mais robustos de qualidade e autenticidade.
Pesquisas recentes reforçam a utilidade do HPLC para caracterizar méis de diferentes regiões. De Oliveira et al. (2024) e Lee et al. (2024) mostraram que a razão glicose/frutose varia de acordo com a origem botânica, podendo atuar como marcador de autenticidade. Outros estudos destacam que a composição açucarada está associada também a parâmetros físico-químicos e bioativos do mel, ampliando a compreensão sobre sua diversidade química (Chudzinska et al., 2020; Kabbani et al., 2011; Marangoni e Wesdorp, 2013).
Diante desse contexto, a quantificação de açúcares representa uma ferramenta valiosa para o controle de qualidade e rastreabilidade do mel, sobretudo em países produtores com ampla diversidade florística. Assim, o objetivo deste estudo foi avaliar o teor de açúcares (glicose e frutose) em méis de diferentes origens botânicas.
2 MATERIAL E MÉTODOS
2.1 Amostras de mel
Os méis das floradas de assa-peixe (Vernonia polysphaera), bracatinga (M. scabrella Bentham), café (Coffea spp.), cana-de-açúcar (Saccharum officinarum L.), eucalipto (Eucalyptus spp.), laranjeira (Citrus sinensis), silvestre e vassourinha (Baccharis spp.) foram provenientes de um apiário localizado em São Lourenço, Minas Gerais (MG), Brasil.
Os méis foram obtidos pelo apiário passaram pelo processo de centrifugação, filtração, e em seguida foram acondicionados em tubos de polietileno transparente de 300 g e, posteriormente, armazenadas em condições ambientais.
A autenticidade da origem botânica dos méis pode ser confirmada, uma vez que os produtos foram inspecionados e também registrados de acordo com as normas vigentes (Brasil, 2000).
2.2 Preparação da amostra
Para garantir a total eliminação de cristais que pudessem estar presente nas amostras, os méis foram aquecidos a 40 °C em banho-maria digital (modelo WARMS1 3L, Araucária, PR, Brasil) por 60 minutos (Kabbani et al., 2011) e em seguida, as amostras foram deixadas em condições ambientais por 30 minutos. Posteriormente, para confirmar a ausência de cristais nas amostras foi realizado a análise microscópica utilizando microscópio óptico (Meiji Techno Co., Ltd., modelo ML2000, Tóquio, Japão).
Os méis foram armazenados em potes de vidro transparente (200 mL) com tampa e analisados em seguida.
2.3 Caracterização das amostras de mel
Nas amostras a quantificação dos açúcares (glicose e frutose) foi realizada por cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE) (Prominence HPLC System, Shimadzu Scientific Instruments, Tampa, Flórida, Estados Unidos), de acordo com Bogdanov (2009).
Para análise por CLAE as amostras foram preparadas dissolvendo 1 g de mel em 9 mL de água ultrapura e a mistura foi filtrada utilizando filtro de seringa de 0,45 μm (Filtrilo, Colombo, Paraná, Brasil), em seguida, o filtrado foi injetado no sistema de CLAE, equipado com detector de índice de refração (modelo RID-10A, Shimadzu, Barueri, SP, Brasil). Uma coluna SUPELCOGEL™ 8H (7,8 mm x 30 cm) (Shimadzu, Barueri, São Paulo, Brasil) foi utilizada e as condições para CLAE foram definidas da seguinte forma: fase móvel, ácido sulfúrico 5 mM (bomba LC-20AT, Shimadzu, Barueri, São Paulo, Brasil); vazão, 0,5 mL/min; volume injetado, 20 μL (injetor SIL-20A, Shimadzu, Barueri, SP, Brasil); e temperatura da coluna, 30 °C.
Os teores dos açúcares, glicose e a frutose, foram identificadas de acordo com seus tempos de retenção, comparados aos padrões de açúcar e suas concentrações calculadas utilizando a curva de calibração para cada açúcar.
2.4 Análise estatística
Os resultados dos teores de açúcares das amostras de mel foram submetidos à análise de variância (ANOVA) e ao teste de média de Tukey (p ≥ 0,05) com auxílio do software SensoMaker v. 1.91 (UFLA, Lavras, MG, Brasil, 2017).
3 RESULTADO E DISCUSSÃO
A Tabela 1 apresenta o teor de açúcar (frutose e glicose) presentes em méis de diferentes origens botânicas.
Tabela 1 - Teor de açúcar (frutose e glicose) presentes em méis de diferentes origens botânicas.
Parâmetros
Amostras de méis Frutose (%) Glicose (%)
Assa-peixe 35,02±0,02d 29,15±0,02c
Café 36,43±0,02b 29,58±0,02b
Eucalipto 28,88±0,01f 24,07±0,01f
Laranjeira 32,99±0,02e 26,06±0,01e
Vassourinha 35,67±0,01c 28,82±0,01d
Silvestre 25,19±0,01h 21,46±0,01h
Bracatinga 28,51±0,01g 23,90±0,03g
Cana-de-açúcar 38,28±0,01a 32,57±0,01a
Nota(s): Os resultados são expressos como valor médio ± desvio padrão (n = 3). As médias seguidas da mesma letra minúscula na coluna não diferem pelo teste de Tukey (p>0,05).
De acordo com Dettori et al. (2018), os principais carboidratos do mel são a frutose e a glicose, e conforme demonstrado na Tabela 1, os méis analisados apresentaram diferença estatística significativa (p≤0,05), para ambos os açúcares analisadas.
Nos méis analisados o teor de frutose variou de 25,19% (mel silvestre) a 38,28% (mel de cana-de-açúcar), sendo que o teor de frutose foi maior em todas as amostras de mel. Tendência semelhante também foi observada em quase todos os méis investigados por Escuredo et al. (2014) ao analisaram méis de diferentes origens botânicas.
No mel a cristalização é um processo que ocorre de maneira natural e espontânea, sendo que primeiro ocorre a cristalização da glicose, uma vez que apresenta menor solubilidade e está presente em concentração acima da supersaturação (Escuredo et al., 2013; Marangoni; Wesdorp, 2013). Nas amostras analisadas, o teor de glicose variou de 21,46% (mel silvestre) a 32,57% (mel de cana-de-açúcar), sendo possível observar que o mel de cana-de-açúcar foi o único que apresentou teor de glicose superior a 30% conforme apresentado na Tabela 1.
4 CONCLUSÃO
Através deste estudo foi possível observar que todas as amostras apresentaram teor de frutose mais elevado quando comparado ao teor de glicose, sendo que o mel de cana-de-açúcar se destacou por apresentar o mais alto teor de frutose e glicose.
Agradecimentos
Os autores agradecem ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq, Brasília, Brasil) pela concessão da bolsa, à Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES, Brasília, Brasil) e à Fundação de Amparo à Pesquisa de Minas Gerais (FAPEMIG, Belo Horizonte, Brasil).
Os autores agradecem também à Central de Análises e Prospecção Química (CAPQ) da Universidade Federal de Lavras (UFLA) e à Finep, Fapemig, CNPq e Capes pelo fornecimento dos equipamentos e suporte técnico para experimentos envolvendo análises cromatográficas.
REFERÊNCIAS
Bogdanov, S. (2009), Harmonised Methods of the European Honey Commission, 3rd ed., IHC, Bremen.
Brasil (2000), “Ministério da agricultura e abastecimento. Instrução Normativa nº 11, de 20 de outubro de 2000”, Regulamento Técnico de Identidade e Qualidade do Mel, Diário Oficial da União, Brasília, DF, 23 out. 2000. Disponível em: http://www.cidasc.sc.gov.br/inspecao/files/2012/ 08/IN-11-de-2000.pdf. Acesso em: 24 set. 2025.
Chudzinska, M., Kowalski, S., Waszkiewicz-Robak, B. and Koba, M. (2020), “Determination of sugar composition in honeys by HPTLC and chemometric analysis”, Journal of Planar Chromatography, Vol. 33 No. 2, pp. 123-129.
Dettori, A., Tappi, S., Piana, L., Rosa, M.D. and Rocculi, P. (2018), “Kinetic of induced honey crystallization and related evolution of structural and physical”, LWT- Food Science and Technology, Vol. 95, pp. 333-338.
Escuredo, O., Mıguez, M., Fernandez-Gonzalez, M. and Carmen Seijo, M. (2013), “Nutritional value and antioxidant activity of honeys produced in a European Atlantic area”, Food Chemistry, Vol. 138, Nos 2-3, pp. 851-856.
Kabbani, D., Sepulcre, F. and Wedekind, J. (2011), “Ultrasound-assisted liquefaction of rosemary honey: influence on rheology and crystal content”, Journal of Food Engineering, Vol. 107 No. 2, pp. 173-178.
Lee, S., Kim, H., Park, J. and Kang, H. (2024), “Sugar profile and authenticity markers of honeys by HPLC analysis”, Journal of Food Composition and Analysis, Vol. 122, Article 106925.
Marangoni, A.G. and Wesdorp, L.H. (2013), Nucleation and Crystalline Growth Kinetics, Structure and Properties of Fat Crystal Networks, CRC Press, Boca Raton.
de Oliveira, R., Santos, P., Lima, T. and Corrêa, J.L.G. (2024), “Carbohydrate characterization and authenticity of honeys by chromatographic analysis”, Food Chemistry, Vol. 437, Article 139322.
Sajid, M., Yusof, N., Mahmood, M. and Saleh, M. (2020), “Physicochemical properties and sugar profile of different honeys”, Saudi Journal of Biological Sciences, Vol. 27 No. 10, pp. 2644-2650.
Siddiqui, A.J., Musharraf, S.G., Choudhary, M.I. and Rahman, A. (2020), “High-performance liquid chromatography determination of sugars in honey for quality assessment”, Saudi Journal of Biological Sciences, Vol. 27 No. 5, pp. 1327-1335.
Soares, S., Amaral, J.S., Oliveira, M.B.P.P. and Mafra, I. (2020), “Compositional and authenticity studies of honeys using chromatographic techniques”, Molecules, Vol. 25 No. 22, Article 5289.
Yusof, N., Mohd, N., Mohamed, A. and Rahim, N. (2020), “Sugar composition of Malaysian honeys determined by HPLC”, Scientific Reports, Vol. 10, Article 15852.
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